1. 最基础的，设置程序或偶联时是否选错通道，尤其捕获法时。
2. 看流动相样品是否有高折光物质比如甘油、蔗糖、咪唑（置换buffer）。
3. 看看流动相样品本身存在缓冲体系是不是跟实验用buffer差异大（置换buffer）。
4. 看看是不是流动相样品粘稠或者浓度太高。
5. 如果是涉及到有机溶剂那要看有没有做溶剂校正。
6. 非特异结合（提高盐离子浓度，换buffer，分析物配体对调后实验）。

1. 如图所示，很明显，随着浓度的升高，Binding to reference的数值也随之上升，这是非特异结合的表现。
2. 造成的原因可能是，分析物与通道结合，蛋白聚集等。

1. 一般建议对活化后再封闭参比通道
2. 其他降非特异结合的方式，尝试调整buffer条件，pH，盐浓度，去垢剂浓度等
3. 使用NSB reducer
4. 偶联伪装配体（例如BSA）

1. 从图中，我们可以看出，曲线有上万RU的起伏，最大可能是气泡造成的效应
2. 样品进样前，可以把样品离心一下，Buffer要脱气

分析结果中的图像出现向上漂移现象，原因是什么

关注零浓度情况（Biacore Insight软件关注Blank情况），该图像往往是由于零浓度信号不正常造成的。

1. 小分子实验：高偶联情况下（CM5>10000RU），在偶联完成后可以放置一段时间平稳后再进行实验
2. 捕获实验：标签结合情况一般的情况下，会导致配体亲和效果不佳；可选择更优的捕获分子或使用商业化捕获试剂盒，进行配体捕获。
3. 高亲和实验：高亲和力、慢解离实验中，不适合使用捕获方法，推荐使用直接偶联方法进行实验。
4. 没有其他问题情况下，建议在设置浓度梯度时，多设置几个零，最终分析结果时，挑选无误的那个零做扣除。

1. 正式偶联前进行pH scouting的实验
2. 确认蛋白等电点是否为酸性蛋白
3. 确认蛋白纯度后，可提高配体蛋白进样浓度，延长配体蛋白进样时间
4. 确认该蛋白是否氨基过少
5. 是否活化不充分
   • 活化峰在4500-5500RU左右
   • 火花前后的信号差异200RU左右
6. 芯片改用CM7

1. 可能活化剂失活
2. 可能蛋白的精氨酸含量低，转化率低（若是该原因解决办法：可以改成捕获法）

小分子样品高浓度下，样品会有聚集，产生异常高信号

有聚集。偶联浓度不要太高，Running buffer中要有EDTA

该Peak是由于DMSO等有机溶剂的折光导致，药物溶液中有DMSO时，样品和buffer要采用相同浓度的dmso，并对其进行溶剂校正，得到真实结果。

溶液切换时，折光差异变化较大，如图（小分子；CM7；PBS buffer）

1. 原因：最高浓度的样品稀释的倍数小了，导致buffer 和样品的折光差异大，信号有差异
2. 调整：最高浓度的样品增加稀释的倍数；提高流速；避免跨通道扣减

建议先查看分析物溶解度，优化分析物溶解度，然后再跑一次，看看是否还是出现这种现象。

1. 先看是否存在非特异性，binding to reference如下图平稳则无。

2. 再看buffer是不是有比较特殊的成分存在。

1. 物质迁移效应是指分析物分子受到扩散速率的限制，从溶液本体向芯片表面供应不足，造成分析物浓度递减的现象。
2. 如图所示，很明显在结合段，特别是高浓度结合段，结合曲线都是直接以直线形式上升的，并没有出现典型的高浓度弯曲，这就是典型的物质迁移效应。
3. 解决的方法有：
   • 降低偶联量（做大分子互做时，Rmax要控制在50RU以内；在做小分子互做时，Rmax要控制在100RU以内）
   • 提高分析物的流速（大于等于30ul/min）。

1. 该结果已经足够说明互作，并且结果是可靠的。
2. 如果需要进一步提升拟合结果的质量，建议如下：可将RI 改成Fit local进行拟合即可。

1. wait基线变平，等capture level稳定后再进sample。
2. 降低捕获量。
3. 进行高浓度、短时间的捕获。

从图像上可以看出来没有饱和迹象，请降低捕获量，延长解离时间。

1. 请检查以下事项最后一个样品的加样量够不够，
2. 这个高浓度的样品有没有发生沉淀。