过滤千问（上）｜超滤“全解”：MWCO+选型+避雷，一次搞定！

本期推文将围绕大家反复提到的实验室过滤经典问题进行集中解答。整个答疑内容将分为上下两期呈现，本篇主要聚焦于实验室过滤中使用频率极高、同时也最容易产生困惑的一个应用场景——超滤。

• 30 kD的超滤管，是否真的能够截留30 kD的蛋白？
• 是否可以利用30 kD超滤管，实现10 kD与100 kD蛋白的分离？
• 超滤过程中，如何减少蛋白在滤膜上的吸附，提高回收率？

要回答这些问题，首先需要从超滤管背后的基本原理讲起。

例如，100 kD超滤管，指的是可以截留90%的100 kD球形蛋白。

基于这一点，在使用Cytiva超滤管进行选型时，通常建议：

是否可以利用30 kD的超滤管，将100 kD的目标蛋白保留，同时让10 kD的小分子杂质透过滤膜？

从理论上来说，这一分离思路是可行的。当目标分子与杂质分子在分子量上存在接近一个数量级以上的差异时，超滤可以作为一种有效的粗分离手段。

但在实际操作中，分离效果往往与实验条件密切相关。超滤过程中，大分子可能在滤膜表面富集，甚至形成局部堵塞，从而影响小分子的正常透过。

在这种情况下，可以通过以下两点来改善分离效率：

• 适当增加洗滤体积
• 优化操作参数

因此，超滤可以用于分离目标分子与小分子杂质，但需要结合具体体系，通过实验条件的调整来实现理想效果。

第一种情况是样品流穿：

即滤膜未能对目标分子实现有效截留。针对这一问题，建议优先回到前述选型原则，重新评估MWCO是否匹配目标分子。

第二种情况是膜吸附：

蛋白在滤膜表面的非特异性吸附，是影响回收率的常见因素。

在操作层面，我们建议：

• 适当降低离心力
• 采用短时、多次离心的方式
• 在每次离心间隙，对样品进行轻柔吹打重悬

需要注意的是，膜包超滤同样属于物理分离手段。在浓缩过程中，蛋白并不是唯一被富集的成分，溶液中的盐和小分子也会同步升高。这可能导致蛋白在高浓度或接近等电点条件下稳定性下降，从而产生沉淀。

因此，这类问题通常与蛋白本身性质及缓冲体系密切相关。更合理的优化方向是：

• 评估体系的pH条件
• 合理设定目标浓缩倍数
• 合理设定目标浓缩倍数

从溶液稳定性的角度进行整体评估，往往比单纯更换耗材更为有效。

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同时，我们也整理过多篇关于实验室过滤的专题推文，覆盖不同应用场景，大家可以通过历史推文链接进一步了解。