用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒

与电穿孔 (EP) 相比，经工程改造的 T 细胞的比例更高

使用用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒将 mRNA 递送至活化的人原代 T 细胞，从而增加经工程改造的 T 细胞的数量。已证明，与 EP 相比，该方法是一种更有效的基因递送方法。

在处理后 24 至 48 小时通过流式细胞术以蛋白表达测量转染效率。EP 按照生产商的方案进行，而 LNP 处理按照 Spark™ 用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒方案进行。未处理的细胞 (UT) 用作对照。**p<0.01，****p<0.0001（单因素 ANOVA）。

均质化的细胞蛋白表达

用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒可对人原代 T 细胞进行工程改造，在经过处理的细胞群中实现高度均质化的蛋白表达。

在处理后 24 和 48 小时，使用流式细胞术生成细胞表面蛋白表达的代表性平均荧光强度 (MFI) 图。按照生产商的方案进行 EP。未处理的细胞 (UT) 用作对照。

高度活性 T 细胞

使用用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒进行体外 基因递送后，活化的人原代 T 细胞仍保持高度活性。

在处理后 24 和 48 小时通过流式细胞术测量细胞活力。EP 按照生产商的方案进行，而 LNP 处理按照 Spark™ 用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒方案进行。未处理的细胞 (UT) 用作对照。****p < 0.0001（单因素 ANOVA）。

用于现成细胞治疗的多步骤 T 细胞工程改造

实现高效基因组编辑敲除与高水平 CD19 CAR 表达。可对正常且有活性的“通用”CAR T 细胞进行工程改造，这些细胞可有效杀伤 CD19+ 肿瘤细胞。

A) 实验示意图，将含有 sgRNA + Cas9 mRNA 的 mRNA-LNP 添加到原代 T 细胞中。在用 CD19 CAR mRNA-LNP 处理之前对细胞进行扩增。在 CAR mRNA-LNP 处理后 24 小时，进行 16 小时的 CD19+ T 细胞杀伤试验。B) 评估了 TCR 敲除效率。对起始样品进行 TCR 阴性选择，以进一步纯化 TCR 细胞群。C) 左侧：当细胞群为 TCR+ 或 TCR− 时，用 3.2 μg RNA/百万细胞的 CAR mRNA-LNP 处理 24 小时后的 CD19 CAR 表达百分比。右侧：标准化至未处理的细胞群后的相应细胞活力。D) 在所示效应细胞与靶细胞比率 (E:T) 下，通过 UT、TCR+/CAR+ 或基因编辑 TCR−/CAR+ T 细胞对 CD19+ B 细胞 (SUP-B15) 进行的功能性杀伤作用。对于所有情况，均应用 3.2 μg RNA/百万细胞的剂量。误差线代表标准差。在所示组中使用 t 检验或单因素 ANOVA 评价统计学意义 (2)。

从发现阶段扩大到临床前阶段

数据表明，GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒和可放大 NanoAssemblr™ 平台能够在 Spark™ 和 Ignite™ 仪器上实现可靠和等效的表现，从而从发现阶段扩大到临床前阶段。

A) GFP 和 B) CD19 CAR 转染效率（添加 mRNA-LNP 后 24 小时）。C) 单靶（T 细胞受体，TCR）敲除的水平和 D) 双靶（TCR 和 CD52）敲除的水平（通过 sgRNA 和 Cas9 mRNA 递送实现）。E) 在 16 小时联合培养实验中对 CD19+ B 细胞 (SUP-B15) 的功能性杀伤作用。对于所有情况：将 3.2 μg RNA/百万细胞的剂量应用于人原代 T 细胞。RNA-LNP 是根据 Spark™ 或 Ignite™ 上用于 mRNA 的 GenVoy-ILM™ T 细胞试剂盒用户指南制备的。通过流式细胞术检测平均基因表达和基因敲除，显示最少 n = 8 份独立 RNA-LNP 制剂和 n = 2 个供体。通过流式细胞术检测功能性杀伤表现，显示 n = 2 份独立 RNA-LNP 制剂和 n = 2 个供体。误差线表示标准差，在选定组中使用 t 检验评价统计学意义 (2)。

试剂盒组分